L'exocytose de la paroi cellulaire silicifiée des diatomées implique une désintégration étendue de la membrane

Nature Communications volume 14, Numéro d'article : 480 (2023) Citer cet article

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Les diatomées sont des algues unicellulaires caractérisées par des parois cellulaires en silice. Ces éléments de silice sont connus pour être formés de manière intracellulaire dans des vésicules de dépôt de silice liées à la membrane et exocytosés après l'achèvement. La façon dont les diatomées maintiennent l'homéostasie membranaire pendant l'exocytose de ces éléments de silice volumineux et rigides reste inconnue. Ici, nous étudions la dynamique de la membrane lors de la formation de la paroi cellulaire et de l'exocytose chez deux espèces de diatomées modèles, en utilisant la microscopie confocale de cellules vivantes, la microscopie électronique à transmission et la tomographie cryo-électronique. Nos résultats montrent que lors de sa formation, la phase minérale est étroitement associée aux membranes des vésicules de dépôt de silice, qui forment un moule précis des motifs géométriques délicats. Nous constatons que pendant l'exocytose, la membrane distale de la vésicule de dépôt de silice et la membrane plasmique se détachent progressivement du minéral et se désintègrent dans l'espace extracellulaire, sans aucune récupération endocytaire notable ni réaffectation extracellulaire. Nous démontrons qu'au sein de la cellule, la membrane proximale de la vésicule de dépôt de silice devient la nouvelle barrière entre la cellule et son environnement, et assume le rôle d'une nouvelle membrane plasmique. Ces résultats fournissent des observations structurelles directes de l'exocytose de la silice diatomée et indiquent un mécanisme extraordinaire dans lequel l'homéostasie membranaire est maintenue en jetant, plutôt qu'en recyclant, d'importants patchs membranaires.

Les diatomées sont un groupe diversifié d'algues unicellulaires caractérisées par des parois cellulaires de silice avec des formes complexes et spécifiques à l'espèce et des modèles de pores hiérarchiques1. Malgré l'immense diversité morphologique entre les espèces, la plupart des parois cellulaires des diatomées ont une disposition conservée de deux « coquilles » de silice de forme similaire qui se chevauchent partiellement, comme une boîte de Pétri. Chaque "coque" en elle-même se compose d'une valve et d'une série de ceintures. Les valves définissent généralement la forme de la cellule, sont richement ornées et contiennent des modèles de pores hiérarchiques. Les bandes de ceinture forment des anneaux partiellement superposés qui entourent les parois latérales des cellules.

La formation de la paroi cellulaire des diatomées est sous contrôle biologique et liée au cycle cellulaire2,3,4,5. Chaque cellule fille hérite de la moitié de la paroi cellulaire parentale et forme une deuxième valve directement après la division cellulaire. De nouvelles bandes de ceinture sont formées et attachées à la nouvelle valve pendant la croissance de la cellule (Fig. S1). La silicification est généralement un processus intracellulaire, qui se déroule à l'intérieur d'un organite lié à la membrane, la vésicule de dépôt de silice (SDV)6,7,8. Les SDV sont des organites minces et allongés, positionnés sous la membrane plasmique. La cellule régule l'environnement chimique à l'intérieur du SDV, exerçant ainsi un contrôle étroit sur le processus de silicification, résultant en des architectures de paroi cellulaire hautement spécifiques et reproductibles9,10,11,12,13. Après maturation intracellulaire, les éléments de silice sont exocytosés pour recouvrir la surface cellulaire6,14. De tels événements d'exocytose sont exceptionnels en biologie cellulaire puisque le contenu du SDV est une énorme structure solide qui doit être sécrétée sans endommager l'intégrité de la cellule.

Dans les voies d'exocytose classiques, la membrane d'une vésicule intracellulaire fusionne avec la membrane plasmique pour délivrer son contenu dans l'espace extracellulaire. L'homéostasie de la membrane plasmique peut être maintenue par une fusion transitoire qui empêche la vésicule de sécrétion de s'intégrer à la membrane plasmique, ou en compensant la membrane ajoutée par une endocytose compensatoire15. Cependant, en raison de leur grande taille et de leur rigidité, la sécrétion des parois cellulaires des diatomées inflige un énorme défi à l'organisme. La nouvelle valve couvre jusqu'à la moitié de la surface cellulaire totale (Fig. S1), et donc la surface de la membrane SDV est similaire à l'ensemble de la membrane plasmique. Par conséquent, la fusion avec la membrane SDV conduirait à un doublement quasi instantané de la surface de la membrane plasmique.

Alors que des études antérieures ont avancé plusieurs hypothèses sur l'exocytose de la paroi cellulaire de silice chez les diatomées14, 16, 17, 18, 19, 20, 21, 22, 23 (Fig. S2), des défis expérimentaux importants ont entravé de nouveaux progrès. D'une part, la préparation traditionnelle d'échantillons pour les études ultrastructurales au microscope électronique provoque des artefacts tels que le rétrécissement de la membrane et la déformation de la structure24. D'autre part, les avantages de la microscopie optique dans l'étude des aspects dynamiques de la formation de la paroi cellulaire dans les cellules vivantes sont limités par la faible résolution spatiale et la rareté des outils de biologie moléculaire pour les diatomées25,26. En raison de ces limitations, les observations in situ du SDV dans le contexte cellulaire sont rares et il manque des preuves directes de la nature du processus de silicification et d'exocytose.

Dans cette étude, nous avons étudié la dynamique de la membrane lors de la formation de la valve et de l'exocytose chez deux espèces de diatomées modèles, Stephanopyxis turris et Thalassiosira pseudonana, en utilisant la microscopie confocale à fluorescence de cellules vivantes, la microscopie électronique à transmission (TEM) et la tomographie cryo-électronique (cryo-ET). Les cellules relativement grandes de S. turris ont des structures de silice facilement discernables, permettant des observations détaillées des valves individuelles et le développement dynamique de leurs caractéristiques architecturales à l'aide de la microscopie à fluorescence27,28. De plus, en utilisant cryo-ET, nous obtenons des données 3D haute résolution du SDV chez T. pseudonana, dans des conditions de type natif29,30. Nos résultats indiquent que l'exocytose valvulaire chez les deux espèces implique la désintégration des membranes distales, accompagnée de la réaffectation de la membrane proximale du SDV en une nouvelle membrane plasmique.

Nous avons étudié l'exocytose valvulaire chez les diatomées en étudiant deux espèces, S. turris et T. pseudonana (Fig. 1). Les valves de S. turris sont en forme de capsule et ont une structure à deux couches. La couche proximale est mince, perforée par des pores de taille nanométrique et, sur le côté distal, recouverte d'une couche plus élevée qui forme de grands polygones (Fig. 1a ', a"). Le sommet de la couche polygonale est aplati, formant un 'T' en coupe transversale (Fig. 1a"'). Les cellules de S. turris forment des chaînes qui sont liées par des extensions de liaison tubulaires de silice qui s'étendent à partir de l'apex des valves (Fig. 1a, flèche). Les cellules de T. pseudonana ont la forme d'un tonneau et sont beaucoup plus petites, les valves sont des disques d'un diamètre d'environ 5 μm (Fig. 1b). De petits pores perforent la couche de silice qui s'étend entre les nervures radiales et des pores tubulaires plus grands, appelés fultoportules, décorent le bord de la valve7 (Fig. 1b ', b"). Les figures 1e et f montrent des cellules en division pendant et peu de temps après la formation de la valve. énorme défi impliqué dans l'exocytose de ces parois cellulaires de silice rigides (Fig. 1g, h).

a, b Images MEB représentant au moins deux échantillons. Les détails des structures de valve de silice sont montrés à des grossissements plus élevés dans les sous-panneaux. c, d Images au microscope optique à fond clair de deux cellules de S. turris dans une chaîne reliées par des extensions de liaison et de plusieurs cellules de T. pseudonana à différents stades du cycle cellulaire. e, f Image de fluorescence PDMPO de deux cellules filles différentes de S. turris pendant la formation de la valve, et les mêmes cellules de T. pseudonana qu'en (d) avec de nouvelles valves colorées par fluorescence par PDMPO. Les résultats de quatre expériences de synchronisation sont présentés sur la figure S3. g, h Schéma de S. turris et T. pseudonana illustrant la situation peu avant l'exocytose des valves formées de manière intracellulaire. Barres d'échelle : 10 μm (a, c, e), 5 μm (d, f), 1 μm (a', a"', b) 500 nm (a"), 100 nm (b', b").

Nous avons étudié la dynamique membranaire chez S. turris en utilisant la microscopie confocale accélérée de cellules vivantes (Fig. 2). Les cultures synchronisées ont été marquées avec du PDMPO pour suivre la formation de silice (Fig. S3) et avec du FM4-64 pour colorer la membrane plasmique. Le FM4-64 est un colorant fluorescent amphiphile qui s'intègre dans la membrane plasmique32. Contrairement aux colorants similaires, tels que FM1-43 qui est rapidement internalisé dans une autre diatomée33, FM4-64 ne marque que la membrane plasmique et ne s'infiltre pas passivement dans les cellules de S. turris (Fig. S4). Lors de la silicification, les signaux PDMPO et FM4-64 sont presque co-localisés jusqu'à la résolution du microscope confocal (Fig. 2a). Cela démontre une proximité très étroite entre la membrane plasmique et les structures de silice en croissance dans le SDV, à savoir que la membrane plasmique tapisse la forme du SDV. Néanmoins, les pointes de croissance des extensions de liaison ne sont colorées qu'avec le colorant membranaire, indiquant que l'allongement du SDV précède la silicification de ses parties les plus marginales (Fig. 2a, flèche).

a, b Superposer les images des canaux de fluorescence. a', b' Images de fluorescence FM4-64 monocanal. a – a 'Cellules filles pendant la formation de la valve marquées à la fois avec FM4-64 et PDMPO. Les membranes dessinent les polygones en croissance et conduisent la croissance des extensions de liaison (flèche). b Instantanés d'un laps de temps de cellules filles passant par la formation de valves et l'exocytose et étiquetées uniquement avec FM4-64. Le temps écoulé depuis le début de l'imagerie est indiqué sur l'image. b' Vue recadrée et agrandie d'une seule extension de liaison de la cellule en b (indiquée par des cases). Le début de l'exocytose de la valve peut être observé à partir de t = 132, après quoi les restes de membrane autour de l'extension de liaison ne sont plus connectés à la cellule et se désintègrent progressivement. Barres d'échelle : 20 μm (a, a'), 10 μm (b) et 1 μm (b').

Nous avons enregistré un laps de temps de la dynamique membranaire dans les cellules de S. turris passant par l'ensemble du processus de formation de valve et d'exocytose (Fig. 2b, Film S1). La silicification commence au sommet de la cellule et progresse radialement. La progression de la formation de la valve est visualisée par la membrane plasmique fluorescente décrivant la couche de silice polygonale en croissance et reliant les extensions (Fig. 2b, t = 0 à t = 126). Le début de l'exocytose, à savoir le relâchement du complexe membrane plasmique-SDV-silice, est évident car la membrane plasmique marquée ne délimite plus nettement les polygones (Fig. 2b, t = 132). Au même moment, nous observons une amélioration du signal fluorescent (Fig. S5), probablement due à la fusion entre le plasma et les membranes SDV qui expose la lumière SDV au milieu environnant, à partir de laquelle le FM4-64 libre peut s'infiltrer et colorer la membrane SDV en plus de la membrane plasmique. Néanmoins, la résolution limitée de la microscopie à fluorescence ne permet pas de résoudre spatialement l'interaction entre le SDV et les membranes plasmiques avant et après l'exocytose (Fig. S6).

Les extensions de liaison de S. turris présentent une opportunité unique d'étudier le processus d'exocytose car l'ancienne membrane plasmique entoure ces longues structures avant l'exocytose, mais après l'exocytose, la nouvelle membrane plasmique n'est qu'à leur base. Le signal FM4-64 autour des extensions de liaison est continu pendant leur croissance, mais une fois que les extensions ont atteint leur taille maximale, le signal fluorescent se transforme en patchs interrompus qui disparaissent progressivement (Fig. 2b, t = 156 et t = 234). Ceci est conforme à une étude de fluorescence membranaire précédemment rapportée de Coscinodiscus wailesii33. Dans certains cas, les membranes entourant une extension de liaison ne sont manifestement plus connectées au corps cellulaire (Fig. 2b'). Ce modèle d'étiquetage, dans lequel des plaques de membranes colorées sont déconnectées de la cellule, est très différent de l'attente d'un processus d'exocytose classique où les membranes colorées doivent être retirées et recyclées à l'intérieur de la cellule. Il est important de noter que le FM4-64 est présent dans le milieu tout au long de l'expérience mais ne devient fluorescent qu'en milieu lipidique32. Par conséquent, il ne marque que les membranes structurellement intactes et lorsqu'une membrane est désintégrée, il ne marque plus les débris malformés. Ainsi, ces observations indiquent un scénario dans lequel des fractions majeures des membranes distales sont complètement détachées de la surface cellulaire principale, se désintègrent progressivement et perdent leur marquage fluorescent dans l'espace extracellulaire entre les cellules filles récemment divisées.

Pour observer le même processus à résolution ultrastructurale, nous avons préparé des cellules de S. turris en division pour l'analyse TEM. En bref, les cellules synchronisées ont été vitrifiées à l'aide d'une congélation à haute pression, puis substituées par congélation et noyées dans de la résine. Il en résulte une combinaison optimale de préservation de l'état proche de l'état natif des structures sous-cellulaires associée à la capacité d'imagerie TEM à haut débit à température ambiante. Les images TEM de cellules de S. turris préparées selon cette procédure montrent une préservation exceptionnelle de l'environnement cellulaire et notamment des membranes et du contenu inorganique du SDV (Fig. S7).

Nous avons acquis des centaines d'images de 227 cellules à différents stades du cycle cellulaire, et en catégorisant et en triant ces images, nous avons reconstruit une chronologie de la formation de valves et de l'exocytose chez S. turris (Fig. 3). Les cellules avec un SDV contenant une valve en croissance ont été classées comme étant au stade de la formation de la valve (n = 61, exemples présentés sur la Fig. 3a – b"). A ces stades, trois bicouches lipidiques, les membranes proximale et distale du SDV, ainsi que la membrane plasmique, peuvent être clairement distingués. La membrane distale du SDV est très proche de la membrane plasmique, à une distance de seulement 10–30 nm (encadré Fig. 3a"). Au début de la formation de la valve, le SDV ne s'étend que jusqu'à ce que le dépôt de silice ait avancé (Fig. 3a "). Au fur et à mesure que la précipitation de silice se poursuit radialement, le SDV se dilate avec lui. Après la formation de la couche de base poreuse, la couche polygonale est formée sur son côté distal (Fig. 3b – b", flèche). Pendant tout le processus de silicification, la membrane SDV délimite étroitement la valve en croissance, formant un espace très confiné dans lequel la morphologie de la silice est sous le contrôle de la membrane SDV. La valve atteint sa morphologie finale alors qu'elle est encore complètement enfermée dans le SDV, nous avons observé 23 cellules avec un SDV intact contenant une valve complètement mature (Fig. 3c – c").

La colonne de gauche montre une image représentative de chaque étape, avec des vues à plus fort grossissement des zones encadrées dans les colonnes de droite. a La formation de valve commence à l'apex de la cellule. a' Cultiver de la silice à l'intérieur du SDV situé directement sous la membrane plasmique. a" Le SDV se termine au bord de la silice en croissance. L'encart montre les bicouches du SDV proximal (violet) et distal (rose) et la membrane plasmique (jaune) à plus fort grossissement. b Plus tard pendant la formation de la valve, b' la couche polygonale (flèche) se forme au-dessus de la couche de base, et b" le bord croissant de la nouvelle valve atteint le bord de la valve parentale. c La silicification de la nouvelle vanne est terminée alors qu'elle est encore entièrement enfermée dans le SDV. Les valves matures peuvent être reconnues par : c' la couche polygonale entièrement formée et aplatie, et c" une forme de crochet prononcée au bord de la valve (flèche). d Au début de l'exocytose, d' les membranes entourent encore la plupart des parties de la nouvelle valve, d" mais elles ne forment plus une enceinte complète (têtes de flèches). e Peu de temps après l'exocytose, les membranes distales e' perdent leur intégrité structurelle (têtes de flèches) et e" la membrane plasmique est maintenant continue (flèche) sous la nouvelle valve. À droite des images, un tableau résume le nombre de cellules observées à chaque stade de développement et le nombre de cas où des invaginations membranaires étaient présentes (voir détails sur la Fig. S8 et le texte principal). Les barres d'échelle représentent 5 μm (a–f), 1 μm (d', e', f'), 500 nm (a', c', c", d", e", f"), 200 nm (a", b', b", c' inset) et 50 nm (a" inset).

Dans les images de 68 cellules, nous avons observé une valve mature qui est entourée de membranes SDV avec quelques discontinuités, c'est-à-dire que le SDV ne forme pas une enceinte complète. Sur la base de ces informations structurelles, nous définissons ces cellules comme subissant une exocytose. Ces discontinuités membranaires peuvent être très locales, alors que la majorité de la valve est encore étroitement enfermée par le SDV (Fig. 3d – d"). À un stade ultérieur, l'ultrastructure de la membrane change radicalement. La délimitation étroite du SDV distal et de la membrane plasmique autour de la valve se desserre, et nous observons une détérioration de l'intégrité structurelle des membranes distales (Fig. 3e – e"). La membrane du côté proximal de la valve est maintenant en continuité avec la membrane plasmique sous la valve parentale (Fig. 3e "flèche). À la fin du processus d'exocytose, les nouvelles valves peuvent être reconnues en raison de leur position sous les bandes de la ceinture parentale, tandis qu'aucune trace visible des membranes n'est visible à l'extérieur du cytoplasme (n = 75, Fig. 3f – f").

Nous avons analysé les données de microscopie de la membrane proximale aux valves nouvellement formées afin d'identifier les signes possibles de récupération de la membrane endocytaire qui pourraient être associés au recyclage des membranes SDV. Nous avons observé sept occasions d'invaginations membranaires dans des cellules au stade de l'exocytose. La taille de ces invaginations varie de 0,5 à 3 μm (Fig. S8). Cependant, de telles invaginations ont été détectées à tous les stades de la formation de la valve et de l'exocytose avec une occurrence similaire (Χ2 (dl = 2, N = 152) = 2, 23, p = 0, 327), et ne peuvent donc pas être corrélées au recyclage membranaire après l'exocytose. Dans l'ensemble, les données TEM sont en accord avec l'imagerie des cellules vivantes, suggérant que pendant l'exocytose valvulaire, les membranes distales se désintègrent de manière extracellulaire sans signes de récupération, tandis que la seule membrane visible proximale à la nouvelle valve est la membrane SDV proximale.

Afin de visualiser l'organisation cellulaire aussi proche que possible de l'état natif, nous avons acquis des données de cryo-tomographie électronique (cryo-ET) de cellules de T. pseudonana subissant une exocytose valvulaire. La plus petite taille de ces cellules les rend adaptées aux étapes de préparation des échantillons nécessaires pour l'imagerie avec cryo-ET. En bref, nous avons vitrifié des cellules synchronisées de T. pseudonana à l'aide d'une congélation en plongée, préparé de fines lamelles à l'aide d'un faisceau d'ions focalisé, puis collecté des tomogrammes électroniques dans des conditions cryogéniques30,34. Sur les 59 paires de cellules filles qui ont été imagées, 15 étaient pendant ou peu après l'exocytose valvulaire, c'est-à-dire avant l'exocytose du premier ensemble de bandes de ceinture. Quatre d'entre eux étaient au cours des premiers stades de l'exocytose, la nouvelle valve n'étant que partiellement couverte par les membranes SDV (Fig. 4a – d).

a, c, e Découpe des volumes 3D reconstruits ; certaines caractéristiques dans les rectangles en surbrillance sont artificiellement colorées selon le code couleur en b (membrane pSDV - membrane SDV proximale, membrane dSDV - membrane SDV distale). b, d Rendu surfacique tridimensionnel de volumes segmentés. f Schéma montrant le mécanisme proposé d'exocytose valvulaire des diatomées. a et c montrent des emplacements différents sur les mêmes cellules filles, indiqués en f. Barres d'échelle : 100 nm, épaisseur de tranche de 1,15 à 5,7 nm. Voir aussi Films S2, 3.

La figure 4a, c montre des tomogrammes de différents emplacements de la même paire de cellules filles légèrement non synchronisées, celle de gauche peu avant l'exocytose et celle de droite pendant l'exocytose. La valve du côté gauche est encore complètement enfermée dans le SDV, tandis que la valve du côté droit est déjà exposée à l'espace extracellulaire par des discontinuités dans la couverture par les membranes distales. Dans les deux cellules, trois bicouches lipidiques sont discernables. Dans la cellule fille avant l'exocytose, la disposition attendue des membranes est observée : la membrane plasmique recouvre toute la cellule et étroitement sous les membranes SDV entourent complètement la valve (Fig. 4a, b, côté gauche). Cependant, au cours de l'exocytose, les membranes distales ont fusionné en plusieurs sites, formant un réseau de sacs membranaires plats, faisant de la membrane du côté proximal de la valve la limite la plus externe de la cellule (Fig. 4a, b, côté droit). Une situation similaire est observée à la périphérie de la valve, où des structures membraneuses non connectées sont visibles sur le côté distal de la fultoportula (Fig. 4c, d, côté droit).

Dans huit paires de cellules qui étaient à des stades avancés d'exocytose, nous avons observé de grandes vésicules membraneuses positionnées entre les valves récemment exocytosées de deux cellules filles et leurs ceintures (Fig. 4e). Dans les trois paires de cellules restantes avec des valves récemment exocytosées, nous n'avons observé aucune vésicule ou reste de membrane entre les deux cellules filles. Cependant, dans ces trois cellules, les ceintures parentales n'entouraient pas les cellules filles, indiquant une étape ultérieure du cycle cellulaire, par laquelle tous les débris extracellulaires avaient été dégradés. Notamment, aucune des cellules imagées ne contenait de vésicules endocytaires bourgeonnantes ou un signe de formation d'une nouvelle membrane sous la valve. Par conséquent, les données cryo-ET suggèrent que T. pseudonana utilise le même mécanisme d'exocytose que nous avons déduit des données collectées pour S. turris, où la membrane SDV proximale est réutilisée comme une nouvelle membrane plasmique et les membranes distales se désintègrent de manière extracellulaire (Fig. 4f).

L'extrusion des parois cellulaires rigides des diatomées est un événement d'exocytose exceptionnel, difficilement conciliable avec les mécanismes d'exocytose connus. Nos observations, de plaques membranaires détachées dans l'espace extracellulaire de deux espèces de diatomées acquises avec trois techniques de microscopie, sont incompatibles avec les mécanismes classiques d'exocytose. Les caractéristiques structurelles de ces membranes non connectées et lâches après la formation de la valve contrastent fortement avec l'ultrastructure SDV pendant la croissance de la silice, qui forme un espace très confiné qui est essentiel pour contrôler la forme des structures de silice en croissance. Par conséquent, nous suggérons que l'exocytose des valves matures se produit via un mécanisme unique dans lequel l'ancienne membrane plasmique et la membrane SDV distale sont rejetées dans l'espace extracellulaire et la membrane SDV proximale joue le rôle d'une nouvelle membrane plasmique (Figs. 4f, S2). Ce scénario est en accord avec des observations antérieures d'échange rapide de protéines SDV avec la membrane plasmique dans des études sur des cellules vivantes de T. pseudonana2,38.

Ce scénario est également étayé par le fait qu'aucune des cellules de nos ensembles de données ne montre de signes de traitement ou de recyclage des membranes SDV, ou de formation d'une nouvelle membrane plasmique sous la valve. Néanmoins, nous sommes conscients que notre imagerie de cellules vivantes pourrait ne pas avoir la résolution spatiale pour détecter de tels événements, et que la microscopie électronique ne donne que des informations sur des instantanés aléatoires dans le temps et l'espace. Pour ces raisons, nous avons effectué une analyse statistique pour déterminer la probabilité que l'exocytose implique le recyclage endocytaire de la membrane SDV. Le scénario testé était que les invaginations d'environ 1 μm observées chez S. turris faisaient en fait partie d'un tel processus de récupération endocytaire (Fig. S8). Si tel est le cas, cela nécessitera le recyclage d'environ 1300 de ces invaginations. Nous avons effectué une simulation statistique (voir la section Informations complémentaires), en supposant une fenêtre de temps de 10 à 20 s pour qu'une invagination se développe et soit visible dans une image, et un total de 30 min pour l'exocytose valvulaire. La simulation aborde également la probabilité de « capturer » cet événement dans une tranche mince TEM aléatoire. L'exécution de la simulation 10 000 fois en utilisant les conditions permissives de 10 s pour une invagination a montré que de telles invaginations devraient être détectées en moyenne 15 fois sur 68 observations (correspondant aux 68 observations réelles, Fig. 3). De plus, dans plus de 99,9% des cas, le scénario simulé incluait la détection de plus de 7 de ces événements lorsque 68 observations ont été faites (correspondant aux 7 cas observés, Fig. S8). Par conséquent, nous pouvons exclure l'option d'internalisation de ces membranes par endocytose compensatoire avec une probabilité de p < 0,001, selon le test de permutation.

Le scénario proposé suggère que lors de l'exocytose, la membrane SDV proximale devient la nouvelle membrane plasmique. Comme chacune des membranes SDV et plasmique effectue des tâches spécialisées et différentes, il est probable que les deux nécessitent des compositions lipidiques et protéiques uniques, qui devraient être ajustées après la fusion. En effet, il a été montré que les cellules de T. pseudonana avec SDV ont une composition lipidique légèrement altérée, par rapport aux cellules qui ne contiennent pas de SDV, et plusieurs protéines se sont avérées spécifiquement associées à la membrane SDV2,39,40,41. Des altérations possibles de la membrane proximale du SDV pour restaurer la composition lipidique spécifique de la membrane plasmique peuvent être médiées par des protéines dites de transfert de lipides, des transporteurs de lipides qui transfèrent des lipides spécifiques entre les membranes donneuse et acceptrice42. La découverte que les membranes distales se désintègrent de manière extracellulaire est surprenante, car il semble inutile de jeter une si grande quantité de membranes à chaque cycle cellulaire. La faible affinité de FM4-64 pour les débris de dégradation empêche de suivre le devenir de ces membranes32. Néanmoins, il est important de noter que les bandes de ceinture forment un compartiment quasi-fermé autour des valves nouvellement formées, ralentissant éventuellement la diffusion loin de la cellule et facilitant l'absorption des débris membranaires à usage cellulaire après désintégration. Cela peut éventuellement minimiser les coûts énergétiques d'un tel processus.

L'exocytose à grand contenu a également été étudiée dans d'autres organismes, démontrant des mécanismes qui diffèrent de la voie de sécrétion classique de nombreuses petites vésicules qui fusionnent avec la membrane43. Une alternative est l'exocytose de vésicules géantes dans les glandes salivaires de la drosophile qui expulsent leur cargaison visqueuse à travers un pore en froissant la membrane vésiculaire, suivie d'un recyclage de la membrane44. Une autre alternative, la réaction acrosomique, partage étonnamment des similitudes avec notre proposition d'exocytose de la valve diatomée. Dans ce processus, la membrane plasmique et la membrane acrosomique distale fusionnent à plusieurs endroits pour former des vésicules qui sont dispersées dans l'environnement tandis que la membrane acrosomique proximale reste intacte et devient la nouvelle frontière qui sépare les spermatozoïdes de l'environnement45,46.

Pour conclure, ce travail propose un mécanisme unique pour l'exocytose de la silice diatomée, qui implique deux événements remarquables. Premièrement, la réaffectation d'une membrane d'organite en membrane plasmique et deuxièmement, la désintégration à grande échelle des membranes. Ce mécanisme est partagé par deux espèces de diatomées modèles, ce qui indique qu'il pourrait s'agir d'un mécanisme général. Avec la boîte à outils pour la recherche génétique sur les diatomées en pleine croissance, il sera bientôt possible d'étudier la machinerie protéique impliquée dans la régulation de cet événement et sa relation avec l'exocytose classique.

S. turris a été isolé de la mer du Nord en 2004 et fourni par le groupe du professeur Eike Brunner, TU Dresden. Les cultures de diatomées ont été maintenues dans de l'eau de mer méditerranéenne naturelle qui a été filtrée, sa salinité corrigée à 3,5 % et complétée par une recette de nutriments f/2 (Sigma Aldrich), et pour Thalassiosira pseudonana (CCMP1335) complétée par de l'acide silicique 330 µM (Sigma Aldrich). Les cultures ont été maintenues à 18 °C sous des cycles lumière/obscurité de 16/8 h.

Pour la synchronisation du cycle cellulaire, 5 ml d'une culture cellulaire mature de S. turris ont été utilisés pour démarrer une nouvelle culture de 50 ml. Après 48 h de croissance sous le cycle normal 16 L/8 J, la culture a été placée à l'obscurité pendant 20 h. Après 20 h d'obscurité, la culture est à nouveau exposée à la lumière. La synchronisation de T. pseudonana a été effectuée en utilisant la famine Si, comme décrit précédemment7. Pour maintenir la culture dans une phase de croissance exponentielle, ils ont été cultivés sous des cycles lumière/obscurité de 12/12 h et dilués (1:10) dans du milieu frais tous les deux jours pendant la semaine précédant la synchronisation de la culture. Pour induire une privation de Si, des aliquotes de culture de 100 ml ont été centrifugées à 3000 × g pendant 10 min et remises en suspension dans de l'eau de mer artificielle sans Si ou de l'eau de mer filtrée; cette étape a été répétée trois fois. Les cultures (~ 0,5 million de cellules/ml) ont ensuite été maintenues à l'obscurité pendant 12 h sous agitation dans un milieu sans Si pour arrêter le cycle cellulaire. Ensuite, les cultures ont été transférées à la lumière continue pendant 4 h supplémentaires de privation de silicium. À la fin de la période de privation de Si, les cellules ont été concentrées à environ 10 millions de cellules/ml et Si a été réapprovisionné à 330 uM. Pour suivre la formation de nouvelle silice, du PDMPO [2-(4-pyridyl)-5-((4-(2-diméthylaminoéthyl-amino-carbamoyl)méthoxy)-phényl) oxazole] (ThermoFisher Scientific, USA) a été ajouté. La fluorescence du PDMPO a été suivie par imagerie des cultures avec un microscope à épifluorescence (Nikon Eclipse Ni-U, ex : 365 em : 525). La plus grande quantité de cellules de S. turris et de T. pseudonana en division a été comptée après 9 et 3 h, respectivement.

Les cellules ont été préparées pour SEM en utilisant le séchage au point critique (CPD). Les cellules ont été fixées dans une solution de glutaraldéhyde à 2% et de paraformaldéhyde à 4% dans de l'eau de mer artificielle pendant 1 h à température ambiante sous agitation. Après trois lavages avec de l'eau désionisée (Milli-Q® IQ 7003 Ultrapure Lab Water System, Merck), les cellules ont été déshydratées par lavage dans une série graduée d'éthanol. Le lavage final a été effectué dans de l'éthanol anhydre à 100 % pendant une nuit. Les échantillons déshydratés ont ensuite été séchés dans un séchoir à point critique en utilisant du CO2 liquide comme fluide de transition. Les cellules séchées ont été placées sur une bande de carbone conductrice sur un talon en aluminium.

Les échantillons ont été recouverts par pulvérisation cathodique d'iridium (Safematic) de 2,5 nm (T. pseudonana) ou de 4 nm (S. turris) et imagés avec un microscope électronique à balayage Ultra 55 FEG (Zeiss, Allemagne), en utilisant 3 à 5 kV, une taille d'ouverture de 20 à 30 μm et une distance de travail d'environ 3 mm.

Pour l'imagerie time-lapse unicellulaire, une culture a été synchronisée et colorée avec du PDMPO (330 µM). Environ 8 h après la fin de la privation de lumière, lorsque la plupart des cellules avaient subi une cytokinèse, une aliquote de 100 µl a été prélevée et FM4-64 (ThermoFisher Scientific, USA) a été ajouté à une concentration finale de 4 à 8 µM pour colorer les membranes. Après avoir ajouté le colorant membranaire, une goutte de 20 µl a été montée sur une lame de microscope et recouverte d'une lamelle de verre, en utilisant de la cire dentaire comme espaceur. Les échantillons ont été visualisés à l'aide d'un microscope confocal Leica TCS SP8-STED équipé d'un objectif HCS PL APO 86×/1,20 W motCORR. FM4-64 et l'autofluorescence de la chlorophylle ont été acquises par laser à lumière blanche en utilisant une ligne laser de 550 nm (puissance laser de 6 %) et une ligne laser de 650 nm (puissance laser de 7 %), respectivement. La fluorescence du PDMPO a été acquise à l'aide d'un laser à 405 nm (puissance laser de 5 %). Des détecteurs HyD-SMD ont été utilisés pour PDMPO et FM4-64 avec une largeur de collecte d'émission définie sur 474–530 et 608–640 nm, respectivement. L'émission d'autofluorescence de chlorophylle a été collectée à l'aide d'un détecteur HyD avec une largeur de détection de 741 à 779 nm et le canal de transmission a été détecté avec un détecteur PMT. Les cellules ont été imagées pendant 2 à 4 h à des intervalles de 3 à 60 min. Les images ont été analysées à l'aide de Leica Application Suite X v3.5.7. Au total, les laps de temps de plus de 50 cellules ont été collectés sur toute la période.

Les cellules de S. turris ont été cryo-fixées, en utilisant une congélation à haute pression (HPF), suivie d'une substitution par congélation (FS), selon des protocoles publiés précédemment29,47. Les cellules synchronisées ont été recueillies sur une membrane filtrante de 5 µm et transférées dans un tube Eppendorf en utilisant 200 µl d'eau de mer. Après avoir laissé les cellules sédimenter pendant 10 min, des aliquotes de 2 µl ont été pipetées dans des disques en aluminium (Wohlwend GmbH, Sennwald, Suisse) et directement chargées dans une machine de congélation haute pression Leica ICE (Leica Microsystems GmbH, Wetzlar, Allemagne). Des échantillons de diatomées concentrés ont été vitrifiés dans de l'azote liquide (-192 ° C) à 210 MPa (2048 bar). Les échantillons vitrifiés ont été stockés dans de l'azote liquide jusqu'à la congélation-substitution dans un EM ASF2 (Leica Microsystems GmbH, Wetzlar, Allemagne). L'eau vitrifiée a été remplacée par un solvant organique, 100% d'acétone anhydre, à (-90 ° C). Ensuite, l'acétone a été complétée par des fixateurs chimiques (0,2 % d'acétate d'uranyle et 0,2 % de tétroxyde d'osmium) pour améliorer la réticulation et le contraste des structures cellulaires. Les échantillons ont été immergés dans la solution pendant 48 h à -90 °C puis laissés se réchauffer progressivement pendant 24 h à -20 °C, puis en une heure à 0 °C. Après trois lavages à l'acétone, l'acétone a été remplacée par de l'Epon (Agar Scientific Ltd, Stansted, Royaume-Uni) en utilisant des mélanges à gradient de concentration (10 %, 20 %, 30 %, 40 %, 60 %, 80 %, 100 % d'Epon dans de l'acétone), deux fois par jour à température ambiante. L'échantillon dans 100% Epon a été durci à 70 ° C pendant 72 h. Des coupes ultrafines de 70 nm ont été découpées à l'aide d'un ultra-microtome (Ultracut UCT, Leica Microsystems GmbH, Wetzlar, Allemagne) équipé d'un couteau diamanté (Ultra 45°, Diatome Ltd, Nidau, Suisse). Les sections ont été prélevées sur des grilles TEM en cuivre, recouvertes d'un film de carbone. Les sections ont ensuite été post-colorées en les plaçant sur une goutte de solution de citrate de plomb. Après trois minutes de coloration, les grilles ont été lavées trois fois dans des gouttes d'eau puis séchées par buvardage sur papier filtre whatman. Au total, nous avons préparé 16 échantillons congelés qui ont ensuite été traités à l'aide de la substitution par congélation au cours de trois cycles différents, puis avons imagé des centaines de cellules.

Les échantillons TEM ont été imagés avec un Tecnai Spirit TEM (FEI, Eindhoven, Pays-Bas) fonctionnant à 120 kV et équipé d'une caméra Gatan Oneview 4 k × 4 k (Gatan Inc., Pleasanton, USA).

Des cellules de T. pseudonana synchronisées ont été vitrifiées par congélation en plongée sur des grilles de film de carbone trouées en cuivre R2 / 1 à décharge luminescente de 200 mesh (Quantifoil Micro Tools GmbH, Grossloebichau, Allemagne). Dans un Leica EM GP (Leica Microsystems GmbH, Wetzlar, Allemagne), 1 µl d'eau de mer artificielle a été pipeté du côté cuivre afin d'améliorer le flux de média vers le papier buvard et 4 µl de suspension cellulaire à 7–13 × 106 cellules/ml ont été pipetés du côté carbone. Les grilles ont été buvées pendant 6 secondes depuis l'arrière de la grille avant d'être plongées dans un bain d'éthane liquide refroidi par de l'azote liquide.

Les cellules vitrifiées ont été broyées en fines lamelles avec le microscope à double faisceau Zeiss Crossbeam 550 FIB / SEM (Zeiss, Allemagne). Les grilles ont été revêtues de platine organométallique par un système d'injection de gaz in situ. Les lamelles ont été broyées à une inclinaison de 12° par rapport au plan de la grille avec le broyage grossier (à 1 µm d'épaisseur) impliquant deux étapes utilisant le faisceau d'ions gallium à 30 kV et un courant de 300 pA et 100 pA. Après broyage grossier de toutes les lamelles, elles ont été amincies à 200 nm sous un courant de 50 pA.

Des données de tomographie cryo-électronique ont été recueillies à partir de 59 paires de cellules. La série d'inclinaisons a été acquise à l'aide d'un Titan Krios G3i TEM (Thermo-Fisher Scientific, Eindhoven, Pays-Bas), fonctionnant à 300 kV. Les séries d'inclinaison ont été enregistrées sur un détecteur direct K3 (Gatan Inc., Pleasanton, USA) installé derrière un filtre énergétique BioQuantum (Gatan Inc., Pleasanton, USA), en utilisant une fente de 20 eV. Toutes les séries d'inclinaison ont été enregistrées en mode comptage à un grossissement nominal de 33 000×, correspondant à une taille de pixel physique de 0,26 nm, en utilisant le schéma dose-symétrique à partir de la pré-inclinaison lamelle de -12° et avec des incréments de 2°48. Les séries d'inclinaison apparaissant sur les figures 4a, c ont été prises à une défocalisation de 3 µm et à l'aide d'une plaque de phase Volta insérée. La plage de la série d'inclinaison était comprise entre −60° et 50°. La série d'inclinaison apparaissant sur la figure 4e a été prise à une défocalisation de 7 µm, une ouverture d'objectif de 100 µm insérée et une plage d'inclinaison de -66 ° à 48 °. Les séries d'inclinaison ont été acquises à l'aide d'une procédure automatisée à faible dose mise en œuvre dans SerialEM v3.8 avec une dose totale fixée à ~100e-/Å2 49. Les tomogrammes ont été reconstruits à l'aide du logiciel IMOD v. 4.9.1250. Le logiciel Amira v2021.2 a été utilisé pour la segmentation (Thermo-Fisher Scientific, Eindhoven, Pays-Bas). Les membranes ont été segmentées à l'aide du module de filtre d'amélioration de la membrane et d'un raffinement manuel51.

Nos données indiquent que les diatomées utilisent un mécanisme surprenant et non canonique pour exocytoser leurs valves de silice. Pour envisager un scénario alternatif, dans lequel les diatomées utilisent un mécanisme canonique connu d'exocytose valvulaire, nous avons effectué une simulation statistique qui indiquera si un tel scénario est probable. Dans l'exocytose canonique, la membrane de la vésicule de sécrétion fusionne complètement avec la membrane plasmique et l'homéostasie membranaire est maintenue en équilibrant la membrane ajoutée par une endocytose compensatoire. Dans le scénario putatif que nous voulons étudier, la membrane SDV est recyclée par endocytose compensatoire de vésicules de taille constante. Afin de simuler un tel scénario, nous avons dû estimer combien de vésicules doivent être endocytosées pour réinternaliser la membrane SDV lors de l'exocytose valvulaire et combien de ces vésicules auraient dû apparaître dans notre ensemble de données.

À partir des propriétés géométriques de base de la cellule de diatomée, la surface des membranes SDV proximales et distales (à l'exclusion des membranes autour des extensions de liaison) ≈ surface de la cellule entière qui peut être simplifiée en une capsule (Fig. S9). Nous avons donc calculé l'aire d'une telle capsule :

Une capsule est un cylindre avec des hémisphères à chaque extrémité. La surface d'une capsule est définie comme la somme de la surface du cylindre au centre et de la surface combinée des deux hémisphères. Pour calculer la surface de la capsule, il faut connaître le rayon (r) des hémisphères et la longueur du cylindre central (a). Les cellules de S. turris ont un diamètre de 20 à 25 μm, nous avons donc choisi dans le calcul un rayon de 11 μm. La longueur du cylindre (a) est égale à la longueur totale de la cellule moins les rayons des deux hémisphères (60 μm–11 μm–11 μm = 38 μm). Par conséquent, la surface (SA) de la capsule (et de la membrane SDV) est :

Dans nos données TEM de S. turris, nous avons observé des invaginations membranaires avec des diamètres allant de 0,5 à 1 μm. La surface de telles invaginations peut être calculée en rapprochant leur géométrie de celle d'une sphère : \({{{{{{\rm{SA}}}}}}}_{{{{{\rm{sphere}}}}}}=4\pi {r}^{2}\)

Sur la base des calculs précédents, il s'ensuit que le nombre de vésicules endocytaires nécessaires pour recycler l'ensemble de la membrane SDV est :

Des études sur l'endocytose résolue dans le temps indiquent qu'un seul événement d'endocytose d'une vésicule d'un diamètre de 1 μm devrait prendre au moins 10 s49,50,51,52,53,54,55.

Sur la base de nos données, nous supposons que le processus de recyclage devrait être terminé en 30 minutes.

En plus des facteurs temporels dans les sections 4 et 5 qui influencent les chances d'observer une vésicule endocytaire, il existe un facteur spatial qui est la chance de détecter une telle vésicule dans une tranche TEM aléatoire. Étant donné que les cellules sont en forme de capsule, situées à peu près horizontalement dans les échantillons intégrés, nous pouvons estimer la chance spatiale de détecter une vésicule de diamètre x dans une tranche aléatoire traversant la section transversale ronde d'une cellule de diamètre y comme (Fig. S9): \(\tfrac{x}{y}\) = \(\tfrac{1}{22}\) pour une vésicule de 1 μm dans une section TEM d'une cellule de S. turris de 22 μm.

Compte tenu des quatre paramètres identifiés dans les sections précédentes, nous construisons un scénario simulé (à l'aide de R, v. 4.1.2) dans lequel il y a 1274 événements (vésicule endocytaire) qui durent 10 secondes dans un laps de temps de 30 minutes, et la simulation sélectionne des instantanés aléatoires (tranches TEM) dans lesquelles la chance de visualiser un événement (s'il se produit effectivement) est de 0,045 (1/22). Étant donné que notre ensemble de données TEM comprend sept vésicules endocytaires possibles dans les 68 cellules de S. turris qui subissaient une exocytose, nous avons simulé quelles sont les chances que sept événements de ce type soient observés compte tenu de 68 observations. La simulation montre que dans> 99, 5% des cas, plus de sept événements endocytaires doivent être détectés (Fig. S10A).

De plus amples informations sur la conception de la recherche sont disponibles dans le résumé des rapports sur le portefeuille Nature lié à cet article.

Toutes les données pertinentes à l'appui des principales conclusions de cette étude sont disponibles dans l'article et ses fichiers d'informations supplémentaires ou auprès de l'auteur correspondant sur demande raisonnable. Les données sources sont fournies avec cet article et sur Dryad, https://doi.org/10.5061/dryad.gxd2547n3. Les données sources sont fournies avec ce document.

Le code utilisé dans cette étude est disponible via le lien suivant : https://zenodo.org/record/7339127#.Y58SgXZBwuU.

Kröger, N. & Poulsen, N. Diatomées - de la biogenèse de la paroi cellulaire à la nanotechnologie. Annu. Révérend Genet. 42, 83-107 (2008).

Article Google Scholar

Kotzsch, A. et al. La silicanine-1 est une protéine membranaire de diatomée conservée impliquée dans la biominéralisation de la silice. BMC Biol. 15, 65 (2017).

Article Google Scholar

Kröger, N., Deutzmann, R. & Sumper, M. Peptides polycationiques de biosilice diatomée qui dirigent la formation de nanosphères de silice. Sciences 286, 1129-1132 (1999).

Article Google Scholar

Sumper, M., Brunner, E. & Lehmann, G. Biominéralisation dans les diatomées : caractérisation de nouvelles polyamines associées à la silice. FEBS Lett. 579, 3765–3769 (2005).

Article CAS Google Scholar

Hildebrand, M. Diatomées, processus de biominéralisation et génomique. Chim. Rév. 108, 4855–4874 (2008).

Article CAS Google Scholar

Drum, RW & Pankratz, HS Structure fine post-mitotique de Gomphonema parvulum. J. Ultrasruct. Rés. 10, 217-223 (1964).

Article CAS Google Scholar

Heintze, C. et al. Une vue intime sur les vésicules de dépôt de silice des diatomées. BMC Mater. 2, 1–15 (2020).

Google Scholar

Mayzel, B., Aram, L., Varsano, N., Wolf, SG & Gal, A. Preuve structurelle de la formation de silice extracellulaire par les diatomées. Nat. Commun. 12, 1–8 (2021).

Annonces d'article Google Scholar

Hildebrand, M., Lerch, SJL & Shrestha, RP Comprendre la silicification de la paroi cellulaire des diatomées - aller de l'avant. Devant. Mars Sci. 5, 1–19 (2018).

Article Google Scholar

Kröger, N., Lorenz, S., Brunner, E. & Sumper, M. Auto-assemblage de silaffines hautement phosphorylées et leur fonction dans la morphogenèse de la biosilice. Sciences 298, 584-586 (2002).

Annonces d'article Google Scholar

Scheffel, A., Poulsen, N., Shian, S. & Kröger, N. Micro-anneaux protéiques à nanomotifs provenant d'une diatomée qui dirigent la morphogenèse de la silice. Proc. Natl Acad. Sci. États-Unis 108, 3175–3180 (2011).

Article ADS CAS Google Scholar

Montagna, M. et al. Interactions des polyamines à longue chaîne avec la silice étudiées par simulations de dynamique moléculaire et spectroscopie RMN à l'état solide. Langmuir 36, 11600–11609 (2020).

Article CAS Google Scholar

Jantschke, A. et al. Aperçu de l'architecture supramoléculaire de la biosilice de diatomée intacte à partir de la spectroscopie RMN à l'état solide soutenue par le DNP. Angew. Chim. Int. Éd. 54, 15069-15073 (2015).

Article CAS Google Scholar

Stoermer, EF, Pankratz, HS & Bowen, CC Structure fine de la diatomée Amphipleura pellucida. II. Structure fine cytoplasmique et formation de frustules. Suis. J.Bot. 52, 1067-1078 (1965).

Article Google Scholar

Battey, NH, James, NC, Groenland, AJ & Brownlee, C. Exocytose et endocytose. Cellule végétale 11, 643–659 (1999).

Article CAS Google Scholar

Schulz, D. Le sort du silicalemme et du plasmalemme lors de la formation de la paroi cellulaire chez Coscinodiscus granii Gough et Thalassiosira eccentrica (Ehrenb.) Cleve. environ. Allemand Bot. Ges. 97, 411-419 (1984).

Google Scholar

Volcani, BE en Silicium et structures siliceuses dans les systèmes biologiques (eds. Simpson, TL & Volcani, BE). 157–200 (Springer-Verlag, 1981).

Bedochvili, YD et al. Morphogenèse du frustule de la diatomée pennée raphide Encyonema ventricosum (Agardh) Grunow. Protoplasme 255, 911–921 (2018).

Article Google Scholar

Chiappino, ML & Volcani, BE Études sur la biochimie et la structure fine de la formation de la coquille de silice chez les diatomées VII. Développement séquentiel de la paroi cellulaire dans la Navicula pelliculosa pennée. Protoplasme 93, 205-221 (1977).

Article Google Scholar

Crawford, RM Formation de valves dans les diatomées et sort du silicalemme et du plasmalemme. Protoplasme 106, 157-166 (1981).

Article Google Scholar

Dawson, PA Observations sur la structure de certaines formes de Gomphonema Parvulum Kutz. III. Formation de frustules. J. Phycol. 9, 353–365 (1973).

Google Scholar

Reimann, BEF, Lewin, JC & Volcani, BE Études sur la biochimie et la structure fine de la formation de la coquille de silice chez les diatomées I. La structure de la paroi cellulaire de Cylindrotheca fusiformis. J. Cell Biol. 24, 39–55 (1965).

Article CAS Google Scholar

Schmid, A.-MM Morphogenèse des parois chez Coscinodiscus wailesii Gran et Angst. II. Événements cytoplasmiques de la morphogenèse valvulaire. Dans Proc. 8e Symposium international sur les diatomées (éd. Ricard, M.) 293–314 (Koeltz, Koenigstein, 1984).

Li, CW & Volcani, BE Études sur la biochimie et la structure fine de la formation de la coquille de silice chez les diatomées. Morphogenèse en X du processus labiale chez les diatomées centriques. Protoplasme 124, 147-156 (1985).

Article Google Scholar

Gröger P, Poulsen N, Klemm J, Kröger N & Schlierf M. Établissement d'une imagerie à super-résolution pour les protéines dans la biosilice de diatomée. science Rep. 6, 1-8 (2016).

Article Google Scholar

Kroth, PG et al. Édition du génome chez les diatomées : réalisations et objectifs. Plant Cell Rep. 37, 1401–1408 (2018).

Article CAS Google Scholar

Chepurnov, VA et al. A la recherche de nouvelles diatomées traitables pour la biologie expérimentale. BioEssays 30, 692–702 (2008).

Article Google Scholar

von Stosch, HA & Drebes, G. Études évolutives sur les diatomées centriques IV Helgol. droite Recherche scientifique marine. 11, 209-257 (1964).

Annonces d'article Google Scholar

Kadan, Y. et al. Caractérisation par microscopie électronique in situ des pools d'ions intracellulaires dans les microalgues minéralogiques. J. Structure. Biol. 210, 107465 (2020).

Article CAS Google Scholar

Turk, M. & Baumeister, W. La promesse et les défis de la tomographie cryo-électronique. FEBS Lett. 594, 3243–3261 (2020).

Article CAS Google Scholar

Shimizu, K., Del Amo, Y., Brzezinski, MA, Stucky, GD & Morse, DE Un nouveau traceur fluorescent de silice pour les études de silicification biologique. Chim. Biol. 8, 1051-1060 (2001).

Article CAS Google Scholar

Bolte, S. et al. Les colorants FM comme sondes expérimentales pour disséquer le trafic de vésicules dans les cellules végétales vivantes. J. Microsc. 214, 159–173 (2004).

Article CAS Google Scholar

Kühn, SF & Brownlee, C. Organisation et dynamique de la membrane dans la diatomée marine Coscinodiscus wailesii (Bacillariophyceae). Bot. Mar. Rév. 48, 297–305 (2005).

Article Google Scholar

Schaffer, M. et al. Préparation optimisée d'échantillons par faisceau d'ions cryo-focalisés visant à des études structurelles in situ de protéines membranaires. J. Structure. Biol. 197, 73–82 (2017).

Article CAS Google Scholar

Tesson, B. & Hildebrand, M. Association étendue et intime du cytosquelette avec la formation de silice dans les diatomées : contrôle de la structuration à l'échelle méso et micro. PLoS ONE 5, e14300 (2010).

Annonces d'article Google Scholar

Van de Meene, AML & Pickett-Heaps, JD Valve morphogenèse dans la diatomée centrée Proboscia alata Sundstrom. J. Phycol. 38, 351–363 (2002).

Article Google Scholar

Schmid, AMM Aspects de la morphogenèse et de la fonction des parois cellulaires des diatomées avec des implications pour la taxonomie. Protoplasme 181, 43–60 (1994).

Article Google Scholar

Yee, DP, Hildebrand, M. & Tresguerres, M. La translocation subcellulaire dynamique de la H + -ATPase de type V est essentielle à la biominéralisation de la paroi cellulaire de la silice diatomée. N. Phytol. 225, 2411–2422 (2020).

Article CAS Google Scholar

Tesson, B., Lerch, SJL et Hildebrand, M. La caractérisation d'une nouvelle famille de protéines associée à la membrane de la vésicule de dépôt de silice permet la manipulation génétique de la silice diatomée. Sci. Rep. 7, 1–13 (2017).

Article CAS Google Scholar

Shrestha, RP et al. Analyse du transcriptome entier de la réponse au silicium de la diatomée Thalassiosira pseudonana. BMC Génom. 13, 1–16 (2012).

Article Google Scholar

Schwarz, P., Herrfurth, C., Steinem, C. & Feussner, I. Lipidomique de Thalassiosira pseudonana en fonction de la synthèse de valve SDV. J. Appl. Phycol. 34, 1471-1481 (2022).

Article CAS Google Scholar

Holthuis, JCM & Menon, AK Paysages et pipelines lipidiques dans l'homéostasie membranaire. Nature 510, 48–57 (2014).

Article ADS CAS Google Scholar

Gundelfinger, ED, Kessels, MM & Qualmann, B. Coordination temporelle et spatiale de l'exocytose et de l'endocytose. Nat. Rév. Mol. Cell Biol. 4, 127–139 (2003).

Article CAS Google Scholar

Kamalesh, K. et al. L'exocytose par froissement des vésicules maintient l'homéostasie de la membrane apicale lors de la sécrétion exocrine. Dév. Cellule 56, 1603–1616.e6 (2021).

Article CAS Google Scholar

Okabe, M. dans Sperm Acrosome Biogenesis and Function during Fertilization (éd. Buffone, MG) 1–13 (Springer International Publishing, 2016).

Tomes, CN Exocytose acrosomique. dans les mécanismes moléculaires de l'exocytose 117-147 (Springer New York, 2007).

Weston, AE, Armer, HEJ & Collinson, LM Vers l'imagerie à l'état natif dans un contexte biologique au microscope électronique. J. Chem. Biol. 3, 101-112 (2010).

Article Google Scholar

Hagen, WJH, Wan, W. & Briggs, JAG Mise en œuvre d'un schéma d'inclinaison de tomographie cryo-électronique optimisé pour la moyenne des sous-tomogrammes à haute résolution. J. Structure. Biol. 197, 191-198 (2017).

Article Google Scholar

Mastronarde, DN Tomographie au microscope électronique automatisée utilisant une prévision robuste des mouvements des échantillons. J. Structure. Biol. 152, 36-51 (2005).

Article Google Scholar

Kremer, JR, Mastronarde, DN & McIntosh, JR Visualisation par ordinateur de données d'images tridimensionnelles à l'aide d'IMOD. J. Structure. Biol. 116, 71–76 (1996).

Article CAS Google Scholar

Martinez-Sanchez, A., Garcia, I., Asano, S., Lucic, V. & Fernandez, JJ Détection de membrane robuste basée sur le vote de tenseur pour la tomographie électronique. J. Structure. Biol. 186, 49-61 (2014).

Article Google Scholar

Kukulski, W., Schorb, M., Kaksonen, M. & Briggs, JAG Le remodelage de la membrane plasmique au cours de l'endocytose est révélé par la tomographie électronique à résolution temporelle. Cellule 150, 508–520 (2012).

Ginzburg, M., Ginzburg, BZ et Wayne, R. Absorption endocytotique ultrarapide de grosses molécules chez les espèces de Dunaliella. Protoplasme 206, 73–86 (1998).

Nawara, TJ et al. La dynamique de formation des vésicules d'imagerie prend en charge le modèle flexible de l'endocytose médiée par la clathrine. Nat. Commun. 13, 1–14 (2022).

Johnson, A. & Vert, G. Résolution d'événement unique de l'endocytose des protéines de la membrane plasmique végétale par microscopie TIRF. Devant. Usine Sci. 8, 1–11 (2017).

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Nous remercions Anne Jantschke, Nathalie Pytlik et Eike Brunner de TU Dresden pour avoir fourni des cultures. Nous remercions Simon Michaeli de l'Institut Volcani (ARO) pour sa contribution à la recherche de la bonne plate-forme d'imagerie de cellules vivantes. Ce projet a reçu un financement du Conseil européen de la recherche (ERC) dans le cadre du programme de recherche et d'innovation Horizon 2020 de l'Union européenne (accord de subvention n° 848339). L'imagerie des cellules vivantes a été réalisée à l'Observatoire des cellules cancéreuses de Picciotto à la mémoire de Wolfgang et Ruth Lesser. Le travail a été soutenu par le Centre Irving et Cherna Moskowitz pour l'imagerie nano et bio-nano de l'Institut Weizmann des sciences D.dH. a été soutenu par l'Initiative de recherche sur la durabilité et l'énergie (SAERI) de l'Institut Weizmann des sciences.

Département des sciences végétales et environnementales, Institut Weizmann des sciences, Rehovot, Israël

Décès de Haan, Lior Aram, Hadas Peled-Zehavi, Oz Ben-Joseph et Assaf Gal

Installations principales des sciences de la vie, Institut Weizmann des sciences, Rehovot, Israël

Yoseph Addadi et Ron Rotkopf

Département de soutien à la recherche chimique, Institut Weizmann des sciences, Rehovot, Israël

Nadav Elad et Katya Rechav

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D.dH., a réalisé des expériences, analysé des données, rédigé et édité le manuscrit. LA a effectué des expériences cryoET et une analyse des données. HPZ a réalisé des expériences de microscopie confocale. YA a contribué à la conception expérimentale des expériences de microscopie confocale. OB assisté par la préparation d'échantillons TEM à température ambiante. RR a réalisé les analyses statistiques. NE a contribué aux expériences cryoET et à l'analyse des données. KR a aidé à la préparation des lamelles FIB. AG a assuré la supervision, l'acquisition du financement et les ébauches révisées.

Correspondance à Assaf Gal.

Les auteurs ne déclarent aucun intérêt concurrent.

Nature Communications remercie Kimberlee Thamatrakoln et les autres examinateurs anonymes pour leur contribution à l'examen par les pairs de ce travail. Les rapports des pairs examinateurs sont disponibles.

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Réimpressions et autorisations

de Haan, D., Aram, L., Peled-Zehavi, H. et al. L'exocytose de la paroi cellulaire silicifiée des diatomées implique une désintégration étendue de la membrane. Nat Commun 14, 480 (2023). https://doi.org/10.1038/s41467-023-36112-z

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Reçu : 04 août 2021

Accepté : 16 janvier 2023

Publié: 30 janvier 2023

DOI : https://doi.org/10.1038/s41467-023-36112-z

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